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DIVISION CELLULAIRE

La capacité à croître et à se diviser est une propriété fondamentale du monde vivant dont la cellule est l’unité de base. Le processus de multiplication cellulaire présente deux caractéristiques majeures: il s’agit d’un phénomène de reproduction conforme , et il est strictement contrôlé . Pour qu’un organisme unicellulaire comme une levure ou une bactérie engendre en se divisant une population de cellules filles (clone) ou qu’un organisme pluricellulaire s’édifie à partir de la cellule œuf originelle, il faut que tous les constituants essentiels de la cellule soient correctement dupliqués puis distribués entre les deux cellules filles issues d’une division.

Le problème à résoudre, pour qu’une cellule donne deux cellules identiques, peut paraître simple chez les bactéries. En effet, il suffit, en première approximation, que la cellule mère transmette aux deux cellules «filles» qu’elle produit la même information génétique, représentée ici par un seul chromosome, qui est une molécule d’ADN circulaire. La situation des cellules eucaryotes est plus complexe. Leur noyau renferme la majorité de l’information génétique sous forme de deux à plusieurs dizaines de chromosomes, chacun pouvant être présent en un (cellules haploïdes) ou deux (cellules diploïdes) exemplaires, qui devront être transmis aux cellules filles. Un mécanisme universel, la mitose , assure chez les eucaryotes la répartition rigoureusement équivalente du matériel génétique nucléaire entre les deux cellules filles.

Mais la division cellulaire est aussi une partie intrinsèque du processus de croissance cellulaire. En analysant l’histoire des cellules entre deux divisions, en perturbant certaines étapes de ce cycle cellulaire par des drogues ou par des mutations, les généticiens, les biochimistes et les cytologistes ont commencé à apporter des éléments de réponse aux trois questions essentielles relatives à ce phénomène biologique. Première question: comment les événements du cycle sont-ils coordonnés? Qu’est-ce qui permet, par exemple, à la synthèse d’ADN de s’effectuer toujours avant la division nucléaire? Deuxième question: quelles sont les relations entre croissance cellulaire et division? Les cellules d’un type donné se divisent toutes à une certaine taille. Une cellule ne se divise pas en dessous d’une taille critique et, corrélativement, si elle ne se divise plus, elle cesse généralement d’accroître son volume. Troisième question: comment la prolifération cellulaire est-elle contrôlée? On observe en effet que la plupart des cellules ne se divisent pas de manière anarchique, en particulier chez les eucaryotes pluricellulaires, ce qui permet de classer les cellules d’un mammifère d’après leur capacité à proliférer ^{[cf. RENOUVELLEMENT BIOLOGIQUE]}.

C’est la génétique moléculaire qui a établi la conservation des mécanismes qui contrôlent le cycle de division cellulaire chez les eucaryotes au cours de l’évolution: les rôles clefs sont joués par les mêmes protéines dans une cellule de levure et dans une cellule humaine.

1. Le cycle de division cellulaire des bactéries

Toute l’information génétique nécessaire à une bactérie comme Escherichia coli est contenue dans une molécule circulaire d’ADN double-brin qui constitue son unique chromosome. Lorsqu’une bactérie se divise, il faut que ce chromosome ait, préalablement, été dupliqué et que les deux copies aient été physiquement séparées dans la cellule de telle sorte que chacune des deux cellules filles issues de la division contienne un exemplaire de ce chromosome. Ainsi, la réplication du matériel génétique, la ségrégation de deux chromosomes fils et la division cellulaire sont des événements qui doivent être rigoureusement contrôlés et coordonnés pour éviter, par exemple, qu’une division donne naissance à deux cellules dont l’une serait dépourvue de matériel génétique. Le cycle de division bactérien est aussi relié à la croissance cellulaire. En effet, une bactérie double sa masse entre le moment de sa «naissance», lors de la division précédente, et le moment où elle se divise à son tour.

Les événements du cycle

La réplication de l’ADN est contrôlée au niveau de l’étape de démarrage. Le processus commence à un endroit précis du chromosome, l’origine de réplication (oriC) et progresse de manière bidirectionnelle de part et d’autre de l’origine jusqu’à un endroit diamétralement opposé qui définit le site de terminaison de la réplication (terC). Un démarrage de réplication ne s’effectue qu’en réponse à un signal encore mystérieux mais qui est clairement lié à une masse cellulaire critique. Parmi les nombreuses protéines nécessaires à la réplication du chromosome bactérien, celle qui est codée par le gène DnaA est considérée, depuis longtemps, comme le meilleur candidat au rôle d’«horloge cellulaire», définissant le moment où il faut engager une nouvelle réplication de l’ADN. D’autres protéines ayant, comme DnaA, la capacité de se fixer sur l’origine de réplication ont été identifiées ensuite. Elles auraient un rôle négatif sur la réplication, alors que DnaA exerce un contrôle positif. Ainsi, le démarrage de la réplication dépendrait d’un jeu subtil entre activateurs et inhibiteurs assurant la synchronisation entre réplication du chromosome et croissance cellulaire.

La duplication du génome et le doublement de la masse cellulaire ne suffisent pas à assurer une division cellulaire efficace. Encore faut-il que les deux copies chromosomiques subissent une ségrégation – séparation physique et localisation cellulaire spécifique – permettant aux deux futures cellules filles d’en contenir, chacune, un exemplaire. Les modalités de cette ségrégation, qu’on peut considérer comme l’équivalent bactérien du processus mitotique des eucaryotes, sont toujours l’objet de spéculations. Depuis le premier modèle, proposé en 1963 par Jacob, Brenner et Cuzin, l’idée que la membrane cellulaire, à laquelle le chromosome serait associé, joue un rôle déterminant dans cette ségrégation est restée d’actualité. La découverte récente de protéines bactériennes ressemblant aux protéines motrices du cytosquelette des cellules eucaryotes (myosine, dynamine) donne une nouvelle dimension à ce problème.

Le cloisonnement de la cellule bactérienne par un septum séparant les cellules filles est, lui-même, un processus complexe. De même qu’il existe un activateur privilégié du démarrage de la réplication (DnaA), il existerait un activateur privilégié du cloisonnement: la protéine codée par le gène FtsZ. S’il est bien démontré que tous les inhibiteurs cellulaires de la division agissent en bloquant le fonctionnement de FtsZ et qu’une surproduction artificielle de cette protéine augmente la fréquence de cloisonnement (conduisant à des mini-cellules sans chromosomes), le mode d’action de FtsZ reste à élucider.

Coordination entre les événements

On peut rendre compte du cycle de division chez les bactéries selon deux scénarios. Le premier assimile ce cycle à une voie métabolique où chaque événement dépend de la réalisation préalable de l’événement précédent (réplicationségrégationdivision). Le second suppose que les différents événements du cycle constituent des processus qui se déroulent indépendamment les uns des autres, tout en étant coordonnés par des systèmes susceptibles de bloquer une étape si l’étape précédente ne s’est pas déroulée correctement. Bien que plus complexe, le second modèle rend mieux compte des données dont nous disposons actuellement.

L’indépendance entre réplication et division se manifeste de manière spectaculaire lorsqu’on considère la variabilité du temps de génération (c’est-à-dire la durée qui sépare deux divisions). En effet, les bactéries se divisent à des vitesses très différentes selon les conditions nutritionnelles. Chez E. coli , à 37 ⁰C, le temps de génération peut varier de 20 à 180 minutes. Néanmoins, les cellules se divisent toujours à la même taille, et la vitesse de réplication reste constante. Ainsi, il faut 40 minutes à la bactérie pour dupliquer son chromosome, que le temps de génération soit de 20 minutes ou de 3 heures... Sachant qu’une fois la réplication terminée 20 autres minutes sont nécessaires à la formation du septum et à la division proprement dite, cela signifie que chaque démarrage de réplication doit s’effectuer 60 minutes avant une division cellulaire. Cette situation paradoxale, pour une bactérie dont le temps de génération est inférieur à 60 minutes, s’explique par un chevauchement de différents cycles de réplication: un cycle est engagé avant que le cycle précédent ne soit terminé (fig. 1 a).

Indépendamment des conditions physiologiques (naturelles), comme celle qui vient d’être décrite, où l’on peut observer comment une bactérie peut adapter son cycle de division aux contraintes environnementales, on peut perturber artificiellement ce cycle par des drogues, inhibiteurs de certaines étapes (réplication, division) ou l’étudier chez des mutants qui, dans certaines conditions (de température, le plus souvent), sont incapables de réaliser l’une de ces étapes. Ces études confirment et élargissent la notion d’indépendance entre réplication et division. Lorsque la division cellulaire est bloquée, la réplication de l’ADN et la croissance cellulaire peuvent continuer: dans ces conditions, les cellules bactériennes ressemblent à des filaments très allongés contenant de nombreuses copies du chromosome originel. A contrario, on peut trouver des conditions dans lesquelles la division cellulaire s’effectue à un rythme normal bien que la réplication ou la ségrégation des chromosomes n’ait pas eu lieu. Dans ce cas, une des cellules filles n’aura pas de chromosomes et l’autre en aura un, ou deux, si la réplication a eu lieu mais que le processus de ségrégation ne s’est pas effectué. Ainsi, ségrégation et division peuvent, dans certaines conditions, apparaître comme deux processus indépendants.

Si les événements de réplication, ségrégation, croissance cellulaire et division peuvent se produire indépendamment les uns des autres, ils n’en sont pas moins étroitement coordonnés dans une cellule bactérienne «normale». Ainsi, les bactéries savent éviter une division qui serait suicidaire: certaines lésions de l’ADN (causées par des irradiations, par exemple) déclenchent ce qu’on appelle la «réponse-S.O.S.» qui bloque la division cellulaire. La protéine inhibitrice de la division, dans cette situation S.O.S., est codée par le gène SfiA et agit sur la protéine FtsZ, qui constitue (cf. supra ) l’activateur majeur de la division.

2. Le cycle de division cellulaire des cellules eucaryotes

Phases de la division

Les cellules eucaryotes effectuent la réplication de l’ADN nucléaire pendant une période définie de l’interphase (intervalle séparant deux mitoses successives). Ce fait a permis de subdiviser le cycle cellulaire en quatre phases (fig. 1 b). Après la division cellulaire et avant la synthèse d’ADN, les cellules sont dites en phase G¹ (G du mot anglais gap : intervalle). La période de réplication nucléaire est appelée phase S (pour Synthèse). L’intervalle entre phase S et mitose définit la phase G². Elle est suivie de la mitose (M) et de la division cellulaire proprement dite qui, à la fois, termine un cycle cellulaire mais aussi initie et module le suivant.

La durée du cycle de division peut varier considérablement d’un type cellulaire à l’autre et même entre cellules d’une même population. Elle est d’environ 1 h 30 min dans des conditions de culture et de température optimales chez la levure de boulanger Saccharomyces cerevisiae . Si l’on considère les cellules de mammifères cultivées in vitro, l’intervalle entre deux divisions dure le plus souvent de 10 à 30 heures, selon le type cellulaire et les conditions de culture. Dans tous les cas, on constate que c’est la phase G¹ qui est la plus variable.

Certaines situations s’écartent du schéma général du cycle de division. Elles sont cependant assez rares. On peut signaler l’existence d’espèces comme l’amibe chez lesquelles il n’existe pas de phase G¹: la réplication de l’ADN nucléaire commence dès que la mitose est terminée. Il existe aussi quelques systèmes qui ne présentent pas de phase G². La situation extrême est celle des cellules embryonnaires au début du développement chez de nombreuses espèces animales: les phases G¹ et G² sont absentes. Le cycle est réduit à l’alternance réplication/division, l’ensemble manifestant une durée de 15 minutes seulement chez la grenouille d’Afrique du Sud (xénope). Il existe aussi quelques situations où la synthèse d’ADN nucléaire et la division cellulaire ne sont pas couplées. Il s’agit de phénomènes qui conduisent à la polyploïde ou à la polyténie ^{[cf. CHROMOSOMES]} observée dans certains tissus de larves de Diptères ou encore à la réplication sélective (amplification) de certaines séquences (ADN ribosomique) dans les ovocytes de certaines espèces animales. Ces situations s’écartent du schéma général où réplication et division cellulaire sont strictement couplées.

Enfin, tous les systèmes eucaryotes qui se reproduisent par la voie sexuée présentent un système de division particulier qui permet de passer d’une cellule diploïde (contenant deux exemplaires de chaque chromosome) à quatre cellules haploïdes (un seul exemplaire de chaque chromosome). Il s’agit de la méiose où un tour de réplication est suivi de deux divisions. L’état diploïde est restauré par la fécondation ^{[cf. MÉIOSE]}.

La réplication

La réplication de l’ADN chez les eucaryotes suit les mêmes mécanismes de base que ceux qui sont décrits chez les bactéries. Cette réplication est en particulier semi-conservative et bidirectionnelle. Le problème de la duplication des chromosomes d’eucaryotes est cependant compliqué par la structure de la chromatine et par la quantité d’ADN à répliquer qui est de plusieurs centaines de fois supérieure à celle de E. coli . À titre de comparaison, il faut rappeler que le chromosome de E. coli correspond à une seule unité de réplication (réplicon) de 4 . 2 憐 10⁶ paires de base. À 37 ⁰C, la réplication complète s’effectue en 40 minutes, ce qui signifie une vitesse de réplication (de chaque côté de l’origine) de l’ordre de 50 000 paires de bases par minute. Chez les eucaryotes, chaque chromosome ne constitue pas une unité de réplication. Il y a de nombreux réplicons par chromosome: 20 000 au total pour une cellule de mammifère. Dans une telle cellule, on constate que la taille des réplicons varie de 15 à 120 micromètres, avec une moyenne de 50 micromètres. On trouve des valeurs voisines pour les cellules d’oiseaux, d’amphibiens ou de plantes. Dans la mesure où 1 micromètre correspond à 3 250 paires de bases de la molécule d’ADN, les unités de réplication des eucaryotes sont bien moins grandes que le réplicon de E. coli . La vitesse de réplication chez ces cellules eucaryotes est de 30 à 60 micromètres par heure, soit environ 2 000 paires de bases par minute, donc vingt-cinq fois plus lente que chez E. coli . Enfin, il est bien démontré que chez les eucaryotes les origines de réplication ne sont pas toutes activées simultanément.

Cela explique que, pour un même organisme, la durée de la phase S puisse varier sensiblement d’un type cellulaire à l’autre. On a en particulier noté des variations considérables entre la durée de la phase S au début du développement embryonnaire et celle qui est observée dans les cellules somatiques adultes. Ainsi, chez la drosophile, les cellules en culture ont une phase S qui dure 600 minutes, alors que les noyaux du début du développement (stade préblastoderme) réalisent cette étape en 3 minutes. Il s’avère que, dans ces deux situations extrêmes, la vitesse de réplication est du même ordre de grandeur. Par contre, le nombre de réplicons est plus élevé dans les noyaux embryonnaires, et ils sont tous activés simultanément et non de manière séquentielle.

Il existe donc chez les eucaryotes trois niveaux de contrôle de la réplication nucléaire alors que seul le démarrage de la réplication intervient chez les bactéries.

En ce qui concerne les organites cellulaires porteurs d’information génétique (mitochondries de toutes les cellules, plastes des cellules végétales), la réplication de leur ADN n’est pas synchrone avec celle de l’ADN nucléaire. Elle peut être continue pendant tout le cycle cellulaire (c’est le cas des mitochondries de nombreuses espèces) ou limitée à une autre période de l’interphase (dans le cas de l’ADN chloroplastique de certaines algues).

La mitose

Les processus qui permettent la distribution du matériel génétique nucléaire prélablement dupliqué de manière identique en deux noyaux distincts sont décrits dans l’article MITOSE. Pendant la mitose, on constate que l’activité des chromosomes en termes de transcription est extrêmement réduite et que seuls les petits ARN, c’est-à-dire les ARN de transfert et l’ARN ribosomique 5S, continuent à être synthétisés (le nucléole, lieu de synthèse des ARN ribosomiques 18S et 28S, disparaît). Cette inhibition peut s’expliquer en partie par l’état hautement condensé de la chromatine à ce moment. La chromatine subit effectivement un processus de condensation-décondensation qui est relié au cycle cellulaire: la condensation des chromosomes commence dès la phase G² pour atteindre son maximum en métaphase, la décondensation est sensible dès la télophase avec un maximum en phase S (cf. MITOSE, CHROMOSOMES).

La mitose constitue aussi la période du cycle où la synthèse protéique est à son niveau le plus bas: les causes de ce phénomène ne sont pas clairement établies.

Le contrôle de l’entrée en mitose

Les mécanismes fondamentaux qui contrôlent la mitose ont été élucidés grâce à la conjonction d’études effectuées par les généticiens, les biochimistes, les embryologistes sur des systèmes biologiques aussi divers que les amphibiens, les invertébrés marins, les cellules de mammifères en culture et la levure Schizosaccharomyces pombe .

Lorsque Rao et Johnson font fusionner en 1970 des cellules humaines se trouvant à différentes phases du cycle de division, ils constatent que les cellules en mitose contiennent un activateur capable de déclencher la mitose dans la cellule conjointe. Un an plus tard, des études effectuées sur le xénope conduisent à l’identification d’une activité appelée M.P.F. pour maturation promoting factor . Les ovocytes immatures de xénope sont bloqués à la transition G²/M de la première division de méiose. Sous l’action de la progestérone, ces ovocytes s’engagent en méiose jusqu’en métaphase de deuxième division (c’est le phénomène de maturation). Ces ovocytes mûrs termineront cette division après la fécondation pour s’engager, en tant que zygotes diploïdes, dans une série de mitoses synchrones extrêmement rapides, caractéristiques du développement embryonnaire précoce chez de nombreux systèmes animaux. L’activité M.P.F. est présente dans les ovocytes mûrs, puisque des extraits cytoplasmiques de tels ovocytes déclenchent la maturation (en absence de progestérone) lorsqu’ils sont injectés à des ovocytes immatures. Cette activité a été décelée, par la suite, dans les jeunes embryons de nombreuses espèces animales, lorsque leurs cellules sont en mitose. Enfin, par injection dans des ovocytes de xénope, il a été montré que l’activateur d’entrée en mitose découvert par Rao et Johnson dans les cellules humaines avait aussi une activité M.P.F. Il apparaissait ainsi que le M.P.F. était un régulateur universel de l’entrée en mitose dont les constituants avaient conservé leur fonction au cours de l’évolution (le sigle M.P.F. signifiant dès lors mitosis promoting factor ).

La purification du M.P.F. révèle qu’il est constitué de deux sous-unités protéiques de poids moléculaires 34 kd et 45 kd, respectivement (chez le xénope). La protéine p34 est une sérine-thréonine kinase, autrement dit un enzyme capable de phosphoryler spécifiquement certaines protéines sur des résidus sérine et (ou) thréonine. Cette protéine existe aussi chez les levures, en particulier chez S. pombe , où elle est codée par le gène cdc 2 dont l’analyse génétique avait montré qu’il codait pour l’activateur majeur d’entrée en mitose. La conservation fonctionnelle de cette protéine au cours de l’évolution est telle que le gène humain peut remplacer le gène de levure dans des cellules mutantes incapables d’entrer en mitose à haute température... Pour être active, la protéine kinase (maintenant universellement appelée p34^cdc2 ) doit être associée à un autre polypeptide, comme on l’a noté chez le xénope, et subir une modification spécifique. Le deuxième polypeptide est une cycline (cycline B), caractérisée depuis longtemps dans les embryons d’invertébrés marins (oursin, étoile de mer, clam) au moment où ils subissent des mitoses rapides et synchrones. Cette protéine doit son nom au fait qu’elle apparaît et disparaît au cours de chaque cycle de division. Elle s’accumule au cours de l’interphase pour atteindre un maximum à l’entrée en mitose, où on la trouve complexée à la protéine p34^cdc2 . La cycline sera détruite par protéolyse en fin de mitose. Cette fonction est aussi remarquablement conservée au cours de l’évolution et correspond au gène cdc 13 de S. pombe qui est, lui aussi, nécessaire à l’entrée en mitose. Pour être activée, la protéine kinase p34^cdc2 doit subir une modification spécifique correspondant à la déphosphorylation d’un (ou deux) acide aminé particulier. Cette modification est due à une protéine phosphatase dont le gène (cdc 25 ), caractérisé chez S. pombe , a été ensuite identifié dans les autres systèmes biologiques. Actuellement, on ne sait pas quelles sont les cibles naturelles de la p34^cdc2 , autrement dit les protéines qu’elle doit phosphoryler pour déclencher la mitose.

Dépendance de la phase M vis-à-vis de la phase S

L’approche pluridisciplinaire de la mitose a donc été fructueuse puisqu’elle a permis de caractériser les protéines qui contrôlent le processus et de comprendre comment elles interagissent. Par ailleurs, les données génétiques obtenues chez les levures permettent actuellement d’aborder le problème de la dépendance entre étapes du cycle, dépendance qui se manifeste par des points de contrôle (check-points ). Ainsi, une cellule qui n’a pas terminé la réplication de son génome nucléaire n’entre pas en mitose, ce qui effectivement serait «suicidaire»: on dit aussi létal. Chez S. pombe , le produit du gène cdc 25 serait impliqué dans cette coordination entre réplication et division nucléaire. En effet, lorsqu’on provoque, artificiellement, une accumulation excessive de la protéine cdc 25 , les cellules ne sont plus capables d’exercer ce contrôle, et la phase M peut être déclenchée en présence d’un inhibiteur de la réplication. Il reste, néanmoins, à démontrer que cette observation est généralisable aux autres systèmes biologiques.

Coordination entre croissance cellulaire et division

Ce problème n’est actuellement bien posé que chez les levures, où la génétique a permis d’isoler des mutants qui se divisent à une taille inférieure à la normale. Chez S. pombe , l’analyse a permis d’identifier un gène (wee 1 ) codant pour un inhibiteur de l’entrée en mitose. Lorsque cet inhibiteur est non fonctionnel (chez les mutants), l’entrée en mitose est accélérée: la phase G² est raccourcie, et la division s’effectue au-dessous de la taille habituelle. Par contre, la phase G¹ est allongée, autrement dit la contrainte de taille pour l’entrée en phase S est maintenue chez ces mutants. Si la protéine inhibitrice codée par le gène wee 1 est, au contraire, surproduite, la mitose est retardée, et les cellules se divisent à une taille supérieure à la normale. On peut accélérer l’entrée en mitose par surproduction de l’activateur cdc 25 . Enfin, certains mutants du gène cdc 2 ont aussi cette caractéristique. Ici, tout se passe comme si la p34^cdc2 était devenue insensible à l’inhibiteur (wee 1 ) ou moins dépendante de l’activateur (cdc 25 ).

En conclusion, l’entrée en mitose et la coordination entre croissance cellulaire et division dépendent des produits d’un petit nombre de gènes aux effets antagonistes qui règlent le moment précis où le processus doit être déclenché. Il reste à préciser quels sont les signaux intracellulaires qui orchestrent l’expression de ces gènes.

Le contrôle de l’entrée en phase S

L’analyse génétique du cycle de division chez S. pombe avait permis d’identifier le gène cdc 2 comme un activateur bifonctionnel: non seulement son produit est nécessaire au passage G²M, comme nous venons de le voir, mais il est aussi nécessaire au passage G¹S. Ce qui avait fait le succès de S. pombe pour l’étude de l’entrée en mitose, c’est le fait que cette levure manifeste une longue phase G². Par contre, sa phase G¹ est extrêmement courte et se prête moins bien à l’expérimentation. A contrario, la levure S. cerevisiae a une phase G² difficile à caractériser mais présente une longue phase G¹ qui a pu faire l’objet d’analyses. Comme chez les eucaryotes supérieurs, la phase G¹ est, chez la levure, la période des choix cellulaires. Une cellule haploïde peut se diviser, entrer en phase stationnaire (cesser de se diviser) ou conjuguer avec une autre cellule haploïde de type sexuel différent pour donner naissance à une cellule diploïde. Une cellule diploïde peut se diviser, entrer en phase stationnaire ou subir la méiose et le processus de sporulation qui conduira à la formation de quatre spores haploïdes.

L’ensemble des données génétiques montrent que la période des choix en G¹ (appelée Start, que l’on pourrait traduire par «déclenchement», fig. 2) peut être subdivisée en deux étapes. La première est celle où la levure (haploïde ou diploïde) est sensible aux signaux nutritifs. Si le milieu est riche, elle va s’engager dans un cycle de division. Si le milieu est pauvre, elle va renoncer à la division, c’est-à-dire entrer en phase stationnaire ou, si c’est une cellule diploïde – dans certaines conditions –, entrer en méiose, processus qui la conduira à l’état haploïde. La seconde étape de Start ne concerne que les cellules haploïdes puisque c’est celle où peut s’effectuer la conjugaison, à condition que des cellules des deux types sexuels soient réunies. Si une cellule haploïde ne trouve pas de partenaire sexuel, elle poursuivra le cycle de division, ayant préalablement perçu que les conditions étaient propices à la division.

La première étape est contrôlée par plusieurs gènes dont les produits ont pu être identifiés et interviennent soit pour réguler, de manière positive ou négative, la production d’une petite molécule, l’AMP cyclique, soit pour permettre le démarrage de la traduction des ARN messagers.

La plupart de ces gènes ont leur équivalent chez l’homme où certains sont des proto-oncogènes, autrement dit des gènes qui, s’ils sont anormalement surexprimés, entraînent une perte de contrôle de la prolifération cellulaire et conduisent au cancer. Chez la levure, on ne peut parler de cancer, mais on peut trouver des mutants qui ont perdu le contrôle de la prolifération cellulaire, parce qu’ils ne perçoivent plus les signaux de carences: ils continuent à se diviser, même en milieu pauvre, ce qui à terme est létal.

Parmi les gènes qui contrôlent la deuxième étape de Start, le premier à être identifié fut cdc 28 . Or il se trouve que cdc 28 est l’homologue fonctionnel du gène cdc 2 de S. pombe ... Les résultats obtenus sur le M.P.F. (p34^cdc2 + cycline) posaient le problème du rôle de la p34 pour l’entrée en phase S, puisque le gène cdc 2 de S. pombe (et son équivalent cdc 28 chez S. cerevisiae ) contrôlent aussi cette étape précoce du cycle. L’analyse effectuée sur S. cerevisiae a permis de montrer qu’il existait des protéines, les cyclines, spécifiques de la phase G¹. Ces S-cyclines (par opposition aux M-cyclines du M.P.F.) interagissent avec la protéine p34^cdc2 pour contrôler l’entrée en phases. Il y aurait donc un S.P.F. (phase S promoting factor ) dont l’activité dépendrait, entre autres, de cyclines différentes de celles caractérisées dans le M.P.F. De telles S-cyclines existeraient aussi chez les eucaryotes supérieurs. Le complexe p34-S-cyclines contrôlerait ainsi, de manière universelle, l’entrée en phase S. Cependant, il est possible que la p34 impliquée en G¹ ne soit pas, chez les eucaryotes supérieurs, la même que celle qui est impliquée à la transition G²/M. Tout en étant très ressemblantes, ces deux protéines seraient codées par des gènes différents. Si tout cela est actuellement écrit au conditionnel, il est clair que l’on disposera très prochainement de modèles plus précis où les divergences entre eucaryotes pluricellulaires et eucaryotes unicellulaires ne sauraient être importantes. La découverte d’une activité p34 dépendant de cyclines G¹ spécifiques a permis de réaliser un progrès spectaculaire dans la compréhension du contrôle de l’entrée en division. Il reste maintenant à élucider les mécanismes qui régulent cette activité dans les cellules normales et néoplasiques (tumorales).

Divisions cellulaires asymétriques et différenciation

La division cellulaire telle qu’elle vient d’être schématisée donne, aussi bien chez les bactéries que chez les eucaryotes, deux cellules filles (cellules sœurs) identiques dont on attend qu’elles manifestent des potentialités identiques. Si tel était le cas, il n’y aurait, pour un organisme pluricellulaire, ni développement ni différenciation, puisque toutes les cellules issues par division du zygote (ovule fécondé) seraient identiques. De fait, la règle, dans presque tous les systèmes eucaryotes, est que la division donne naissance à deux cellules filles dont les potentialités et le devenir ne sont pas identiques. Quelques systèmes bactériens réalisent aussi une division asymétrique.

L’asymétrie est parfois décelable morphologiquement. C’est le cas de la bactérie Caulobacter crescentus , qui existe sous deux formes différenciées nettement identifiables. L’un des types cellulaires est flagellé et mobile, l’autre est immobile, attaché à un support par un pédoncule. Seule la seconde forme est apte à la division: elle se divise en donnant une cellule flagellée et une cellule pédonculée. Les bases moléculaires de cette division asymétrique ne sont pas encore complètement élucidées, mais elles reposent vraisemblablement sur une polarité de la cellule mère dont la composition cytoplasmique diffère aux deux pôles qui donneront, après division, ces deux cellules non identiques. Le phénomène de polarité est à la base des phénomènes de développement au cours de l’embryogenèse de nombreux systèmes animaux: des gradients de constituants cytoplasmiques sont présents dans l’ovocyte mûr, de telle sorte que les divisions qui suivent la fécondation donnent nécessairement naisssance à des cellules dont la composition cytoplasmique et donc le devenir seront différents.

Une asymétrie fonctionnelle peut être associée à – et causée par – une différence de taille entre les deux cellules sœurs. C’est le cas de la levure Saccharomyces cerevisiae , qui se divise par bourgeonnement. Au moment de la division, l’une des cellules, celle qui était au départ une cellule mère qui a bourgeonné, a une taille plus importante que celle du bourgeon auquel elle a donné naissance. La levure n’échappe pas à la règle selon laquelle, pour une espèce donnée, toutes cellules se divisent à une taille définie. Ce qui signifie, ici, que la phase G¹ du cycle sera plus courte pour l’ex-cellule mère que pour le bourgeon, qui attendra d’avoir atteint la taille requise pour entrer en phase S. La différence de taille jointe à l’allongement du cycle de division font que le bourgeon ne manifeste pas les mêmes aptitudes que sa «grosse» cellule sœur. Par contre, à la division suivante, lorsqu’il sera devenu, à son tour, cellule mère d’un bourgeon, il acquerra ces aptitudes que sa sœur manifestait à la génération cellulaire précédente.

Chez la bactérie Bacillus subtilis , le phénomène de sporulation repose sur une division asymétrique très claire, où le septum ne se situe pas en position médiane mais près de l’un des pôles de la cellule, qu’il partagera ainsi en deux compartiments inégaux. Ce véritable processus de différenciation repose sur une expression différentielle des chromosomes dans les deux compartiments, associée à une cascade de régulations dans laquelle les deux cellules sœurs interagissent. La sporulation de B. subtilis constitue, à juste titre, un système modèle pour les phénomènes de différenciation, où le devenir d’une cellule (ou d’un clône cellulaire) dépend non seulement de ce qu’elle hérite d’une division (en termes de génomes et de cytoplasme), mais aussi des interactions qu’elle peut établir avec les cellules environnantes.